幹細胞如何正確使用? 效果才會最佳

很多人都認為幹細胞在使用時是越多越好，可事實真的是這樣嗎？

在這裡，可以明確的告訴大家，這個想法其實是完全錯誤的。

點選載入圖片

以

間充質幹細胞(MSC)

為例，如果把MSC看作為“藥品”，那麼肯定存在一個範圍，在這個範圍內，劑量越高效果越好；然後達到一個飽和劑量後，繼續提高細胞劑量，並不能帶來更多的療效，還可能引發“

細胞因子風暴

”，致人休克而死亡。

當大量MSC細胞湧入機體時，其產生的大量細胞因子，導致血管過度擴張、通透性大大增加而引起組織紅腫、器官受損。當這些細胞因子隨血液流到其它器官時也造成同樣過激的免疫反應。這種失控的免疫反應往往造成多重器官損傷甚至衰竭，進而導致休克而死亡，臨床上稱其為“細胞因子風暴”如圖1所示。

例如，心臟肌肉細胞遭受大量細胞因子侵噬，造成爆發性心肌炎或猝死；若細胞因子風暴發生在肺部［1］，肺部血管擴張、組織腫脹、大量聚集免疫細胞，不僅會阻塞呼吸道，同時分泌出來的大量黏液也會把呼吸系統的管腔塞滿（整個肺部都淹水了），也就是說，患者會被自己所分泌的黏液淹沒，空氣無法進出肺部，肺泡無法進行氧氣交換，此時需要靠支援性療法支撐，例如，插管或用葉克膜，以便撐過這場“風暴”。如果撐不過，“細胞因子風暴”就是奪命的殺手。

點選載入圖片

圖1：細胞因子風暴

其實影響細胞的療效因素有很多，不應只關注用量，更應該關注細胞質量和臨床使用正確與否。

影響MSC相關療效的關鍵因素

對於疾病在臨床前的研究中，動物實驗並沒有充分證明MSC起效的最低劑量和最大飽和劑量，而且不同實驗室的培養系統、MSC的來源屬性等因素，常常導致MSC的質量存在差異，直接影響了MSC的動物實驗和臨床研究的結果。因此，MSC的臨床前研究的資料並不能很好地指導臨床研究的方案確定。MSC相關療效的關鍵影響因素依次排列為以下四個：

細胞質量、注射途徑、治療時機、最佳劑量

。

細胞質量［2］

不同的細胞製備中心生產出來的同一種細胞產品，質量之間肯定存在一些差異，尤其是進口產品和國內產品。同樣的情況也存在於相同廠家所生產的不同批次之間。我認為細胞質量指單位細胞或單個細胞所對應的

生物學

效力，效力越高，細胞質量越好。我們應該在一個適應症範圍內談論這個效力如何，比如，MSC同時具有免疫抑制和促進血管再生的功能，分別治療兩大類不同的疾病，那麼相對應的就有兩個生物學效力指標。我們需要明確在討論MSC的細胞質量或生物學效力時，一定離不開具體的適應症。

一些共識引數可以反映間充質幹細胞的質量，比如細胞活率、供體特性、克隆形成能力、細胞大小、免疫抑制能力和細胞因子分泌量。

可以說細胞質量是治療成敗最為關鍵的因素

。

點選載入圖片

注射途徑［3］

區域性注射途徑：常見區域性注射MSC的部位有腦部、四肢肌肉、心臟、肝臟、腰椎（蛛網膜下腔）。區域性微注射人骨髓MSC到大鼠大腦紋狀體，72天后依然能檢測到它的存在，而且MSC能遷移至胼胝體和大腦皮層。大腦右側尾狀核區域性注射MSC，4周後大腦多個部位均可檢測到MSC的存在，而且發現MSC在大腦的遷移偏好於沿著血管的走向。

全身注射途徑：常見全身注射MSC的部位有腹腔、靜脈和動脈注射。MSC腹腔注射免疫缺陷的小鼠（裸鼠和NOD/SCID小鼠）後，在體內多組織器官中存在可達120天，而MSC在免疫系統健全的異品種小鼠只能存在20多天，但是可以在同品種小鼠中存在40多天（見圖2）。靜脈注射MSC後，大部分的MSC滯留在肺部，然後隨著血流達到肝臟、腎臟、脾臟。MSC注射1小時後，50-60%的MSC滯留在肺部，3個小時後將至30%，並維持到96個小時。滯留在肺部的MSC可以被區域性微環境所啟用分泌大量的抗炎因子，這些抗炎因子隨血流分佈到達全身，有利於減輕全身炎症、調節免疫。

狒狒實驗證明骨髓MSC經外周靜脈注射後，自體MSC和異體MSC在體內的分佈沒有明顯差異，且年齡越大的供體，其骨髓MSC越容易在肺部滯留（在肺部滯留的MSC數量與其細胞表面表達的整合素α4和α6密切相關，表達量越高，越不容易在肺部滯留）。動脈注射可以使MSC直接到達並集中於病灶區，減少損耗。但是頸內動脈注射後，MSC在腦部的存活時間一般不超過2天。

不同的注射途徑（區域性注射、靜脈注射、動脈注射）均對MSC在體內的存留時間產生較大的影響，並與MSC的清除速度密切相關。

點選載入圖片

圖2：MSC腹腔注射免疫缺陷的小鼠裸鼠和NOD/SCID小鼠後分布

治療時機［4-6］

急性肝功能衰竭的豬實驗發現，嚴重的炎症環境限制了MSC的效果，因為MSC在嚴重炎症的肝臟環境中存活率低。MSC未能提高伴有全身性炎症的急性和慢性肝功能衰竭患者的存活率，但是減輕炎症明顯有利於提高MSC的治療效果。在另一項MSC治療兒童激素難治性GVHD的多中心臨床研究中，MSC在疾病早期介入治療比晚期治療更有效。這些資料清楚地表明，嚴重的炎症環境可能會減弱MSC的治療效果。

目前細胞治療有三個充滿希望的預期：

（1）亞臨床患者在病程早期或確定為高危患者時，可進行預防性治療；

（2）臨床患者可接受預防治療，以減輕疾病進展；

（3）進展期患者應在災難性器官實質丟失前接受治療。且所有治療策略的制定都需要充分權衡臨床獲益與副作用的大小。為確保預期的治療效果，在開始治療時，要根據初始危險分層（極高危、高危或低危），充分評估機體所處炎症狀態，再選擇MSC的治療策略和時機才是審慎的做法。

最佳劑量［7］

目前的臨床研究中，在MSC的使用劑量差別非常大，每名患者使用的MSC細胞數從四千多~上億個MSC不等。2020年10月Gaetano等發表於medicina上的《Mesenchymal Stromal Cell Therapy in the Management of Perianal Fistulas in Crohn‘s Disease》一文，對2013-2020年間針對克羅恩病（CD）的試驗進行總結（如圖3）中發現：骨髓間充質用量在3*107的試驗劑量組，其收穫的療效高於低劑量給藥組（1*107）及低劑量給藥組（9*107）；在park et等所應用脂肪來源的間充質觀察中同樣看到低劑量給藥組（4。33*107）的療效大於高劑量給藥組（17*107）。

點選載入圖片

圖3：2013-2020年間針對克羅恩病（CD）的試驗

這一現象絕非偶然，進一步研究表明在提取和擴增後，間充質幹細胞最佳劑量組在遺傳和形態上更加穩定，並顯示出更大的增殖能力和血管生成特性［8-10］。此外，最大的優勢在於組織生長因子的高表達，

降低了血液相容性[11]。其研究的結論是：MSC的最佳劑量取決於不同的疾病、疾病當下所處的嚴重程度以及輸入途徑。

目前，確保合理用藥，保障患者用藥安全、有效、經濟，已成為醫療機構不容迴避的問題。為避免MSC引起的不良反應，細胞產品的生產廠家確保細胞質量固然重要，而臨床正確使用則更為關鍵。醫師要高度重視超量使用問題，加強專業理論學習，加強病案討論，落實有關規章制度，為臨床MSC合理使用保駕護航。

俗話說“病來如山倒，病去如抽絲”，間充質幹細胞的臨床應用就似春雨一般，勿需驚雷，但需恰到好處。正是這一句“好雨知時節，潤物細無聲。”

參考文獻：

［1］2019-novel coronavirus (2019-nCoV) infections trigger an exaggerated cytokine response aggravating lung injury

［2］Analysis of Oct4‐Dependent Transcriptional Networks Regulating Self‐Renewal and Pluripotency in Human Embryonic Stem Cells

［3］Cell Delivery Routes for Stem Cell Therapy to the Heart: Current and Future Approaches

［4］Impact of Timing on Efficacy and Safetyof Intracoronary Autologous Bone Marrow Stem Cells Transplantation in Acute Myocardial Infarction: A Pooled Subgroup Analysis of Randomized Controlled Trials

［5］Timing and cell dose determine therapeutic effects of bone marrow stromal cell transplantation in rat model of cerebral infarct

［6］Into the Eye of the Cytokine Storm

［7］Mesenchymal Stromal Cell Therapy in the Management of Perianal Fistulas in Crohn's Disease An Up-To-Date Review

［8］Kim, Y.; Kim, H.; Cho, H.; Bae, Y.; Suh, K.; Jung, J. Direct comparison of human mesench-ymal stem cells derived from adipose tissues and bone marrow inmediating neovascularization in response to vascular ischemia. Cell Physiol. Biochem. 2007, 20, 867–876. [CrossRef] [PubMed]

［9］ Kern, S.; Eichler, H.; Stoeve, J.; Klüter, H.; Bieback, K. Comparative analysis of mesench-ymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adi-pose tissue. Stem Cells 2006, 24, 1294–1301. [CrossRef]

［10］ Izadpanah, R.; Trygg, C.; Patel, B.; Kriedt, C.; Dufour, J.; Gimble, J.M.; Bunnell, B.A. Biologic properties of mesench-ymal stem cells derived from bone marrow and adipose tissue. J. Cell Biochem. 2006, 99, 1285–1297. [CrossRef] [PubMed

［11］ Nikolic, M.; Stift, A.; Reinisch, W.; Vogelsang, H.; Matic, A.; Müller, C.; von Strauss und Torney, M.; Riss, S. Allogeneic expanded-adipose derived stem cells in the treatment of rectovaginal fistulas in Crohn’s disease. Colorectal Dis. 2020. [CrossRef]